ПЦР лаборатория
Метод полимеразной цепной реакции (ПЦР) — это один из методов молекулярно-биологической, или ДНК-диагностики. Его суть заключается в обнаружении инфекционного возбудителя в биологическом образце генетического материала (ДНК или РНК).
Исследования проводятся на базе клинико-диагностической лаборатории. Её оборудуют, согласно требованиям, которые предъявляются к данному типу лабораторий.
Например, стандарты оснащения лаборатории, которая работает на базе кожно-венерологического диспансера, утверждены в Приказе Министерства здравоохранения РФ от 15 ноября 20102 г. №924 (приложение №16 к «Порядку оказания медицинской помощи по профилю «дерматовенерология»).
Исследования в ПЦР лаборатории
В лаборатории проводится широкий спектр исследований. С помощью полимеразной цепной реакции можно выявить вирусные гепатиты B, C, D, G; урогенитальные инфекции; инфекции, которые передаются половым путем (ИППП), папиломмавирусные, TORCH и герпесвирусные инфекции; оппортунистические, гнойно-септические, внутриутробные, кишечные и нейроинфекции; инфекции дыхательного тракта.
ПЦР-диагностика очень эффективна, поскольку позволяет выявить возбудителя инфекции и диагностировать заболевание ещё до его клинических проявлений. При этом исключаются ложные результаты.
Требования к помещению
В лаборатории выделяют рабочие зоны, которые соответствуют этапам ПЦР-анализа:
- Для приёма, регистрации, разбора и первичной обработки биоматериала. Здесь принимают, сортируют, маркируют и хранят материал.
- Для выделения ДНК/РНК. Оптимально размещать зону в отдельном помещении, но допускается и размещение в помещениях, где проводят другие исследования (кроме генно-инженерных!). В последнем случае необходимо оборудовать ПЦР-бокс или бокс биологической безопасности, в котором запрещено проводить любые другие методы исследований, кроме ПЦР. Под зону выделяют помещение площадью 15–20 кв. м.
- Для приготовления реакционных смесей и проведения исследований. Здесь готовят ПЦР-смеси, вносят выделенные препараты ДНК/РНК в пробирку для ПЦР.
Оптимальная площадь помещения 15–20 кв. м.
Этапы выделения ДНК/РНК и приготовления смесей проводят в разных помещениях. Однако допускается совместить их. В таком случае обязательно оборудуют боксы – отдельный для каждого этапа. - Для детекции продуктов амплификации. Оптимально размещать зону в отдельном помещении, в котором имеется ПЦР-бокс. Обычно при детекции используют метод электрофореза и гибридизационного анализа. Если необходимо использовать оба метода одновременно, необходимо выделить отдельную зону для проведения гибридизационного анализа. При этом расходные материалы и посуду для каждого метода используют свою. Оптимальная площадь помещения для детекции составляет 25–30 кв. м.
Оптимальная площадь помещения 15–20 кв. м.Если в лаборатории применяют метод real-time PCR, то не нужно выделять зону детекции.
Кроме рабочих зон, необходимо выделить и вспомогательные помещения: архива (для хранения документации), комнаты для персонала (отдыха, приёма пищи), раздевалки, кабинета заведующего, склада, санузла.
При возможности рекомендовано выделить отдельное помещение под автоклавную для обеззараживания исследуемого материала. Если такой возможности нет, то при соблюдении правил биологической безопасности допускается общая с другими подразделениями лаборатории автоклавная.
Кроме обязательного зонирования, к помещению ПЦР-лаборатории предъявляются такие
Не допускается воздухообмен между зоной детекции и остальными зонами.
Внутренняя отделка
Стены, потолок и пол должны иметь гладкую поверхность без щелей, стыков, трещин, а пол – покрыт антискользящим материалом. Они должны быть устойчивыми к воздействию дезинфицирующих и моющих средств, легко обрабатываться.
Согласно «Методическим указаниям по применению бактерицидных ламп для обеззараживания воздуха и поверхности в помещениях», во всех рабочих зонах ПЦР-лаборатории устанавливают бактерицидные лампы из расчёта 2,5 Вт/куб.
Оборудование и мебель
Согласно Стандарту оснащения молекулярно-биологического подразделения клинико-диагностической лаборатории, необходимо такое оборудование: термостат твердотельный для пробирок типа Эппендорф, аплификатор, насос с колбой-ловушкой, микроцентрифуга для пробирок, центрифуга-встряхиватель (вортекс), настольный бокс для ПЦР, трансиллюминатор, аппарат для проведения горизонтального электрофореза с источником питания, Прибор для чтения результатов исследования на биомикрочипах (ДНК-чипах), камера для гибридизации (для проведения исследований на биомикрочипах), комплект оборудования для проведения исследований методом полимеразной цепной реакции в реальном времени, наборы одно- и восьмиканальных пипеточных дозаторов, холодильники (бытовой и низкотемпературный от –70 до –80 °С).
Также ПЦР-лабораторию нужно оснастить: системой гель-электрофореза (для отображения результатов) и гель-документации (для их анализа).
В ПЦР-лаборатории устанавливают медицинскую мебель — рабочие столы, стулья, тумбочки, полки и шкафы (для хранения посуды, материалов и т.
д., а также документации).
Главные требования к медицинской лабораторной мебели — эргономичный дизайн, удобство, долговечность, устойчивость к воздействию химических и других веществ.
АО Вектор-Бест — Карта сайта
Точная диагностика — эффективное лечение! EN RU
Все для диагностики COVID-19
Каталог продукции
Журнал «Новости Вектор-Бест»
15 — 16.03.2023
г. Тверь
I Школа ЛАБРиН
Лабораторные технологии в репродуктивной медицине и неонатологии: от науки к практике
20 — 22.03.2023
г. Москва
XXVIII Всероссийская научно-практическая конференция «Наукоемкие лабораторные технологии для клинической практики» и специализированная выставка «Лабораторная диагностика – 2023»
23.03.2023
г. Улан-Удэ
Республиканская итоговая конференция службы профилактики ВИЧ-инфекции за 2022 год
Авторизация
Логин: Пароль: Запомнить меня на этом компьютереРегистрация
Забыли свой пароль?
|
|
Глобальная программа борьбы с малярией
Молекулярные методы обнаружения позволяют получить большой объем нуклеиновой кислоты за счет амплификации следовых количеств, обнаруженных в образцах.
Хотя это полезно для обеспечения чувствительного обнаружения, это также создает возможность заражения из-за распространения аэрозолей ампликона в лабораторной среде. При проведении экспериментов могут быть предприняты меры, чтобы избежать загрязнения реагентов, лабораторного оборудования и рабочего пространства, поскольку такое загрязнение может давать ложноположительные (или ложноотрицательные) результаты.
Чтобы снизить вероятность заражения, необходимо постоянно соблюдать Надлежащую лабораторную практику. В частности, следует соблюдать меры предосторожности в отношении следующих моментов.
Обращение с реагентами
Ненадолго отцентрифугируйте пробирки с реагентами перед открытием, чтобы избежать образования аэрозолей.
Аликвотные реагенты во избежание многократного замораживания-оттаивания и загрязнения основных запасов.
Четко маркируйте и датируйте все реагенты и реакционные пробирки и ведите журналы с номерами партий и серий реагентов, используемых во всех экспериментах.
Пипетируйте все реагенты и образцы с помощью наконечников с фильтром. Перед покупкой рекомендуется уточнить у производителя, подходят ли наконечники с фильтром к используемой марке пипетки.
Организация рабочего пространства и оборудования
Рабочее пространство должно быть организовано таким образом, чтобы поток работы происходил в одном направлении, из чистых зон (до ПЦР) в грязные зоны (после ПЦР). Следующие общие меры предосторожности помогут снизить вероятность заражения.
Наличие отдельных специально отведенных помещений или, как минимум, физически отдельных помещений для:
- приготовление мастер-микса,
- экстракция нуклеиновой кислоты и добавление ДНК-матрицы,
- амплификация и обработка амплифицированного продукта и
- анализ продукта, т.е. гель-электрофорез.
В некоторых условиях иметь 4 отдельные комнаты сложно. Возможным, но менее желательным вариантом является приготовление мастермикса в закрытой зоне, например, в помещении для хранения.
ламинарный бокс. В случае амплификации методом гнездовой ПЦР приготовление мастер-микса
для второго раунда реакции следует готовиться в «чистой» зоне для приготовления мастермикса, но инокуляция первичным продуктом ПЦР должна проводиться в комнате для амплификации и, если возможно, в специально отведенной зоне сдерживания
(например, ламинарный бокс).
В каждой комнате/участке должен быть отдельный набор четко маркированных пипеток, наконечников с фильтрами, штативов для пробирок, вортексов, центрифуг (если применимо), ручек, универсальных лабораторных реагентов, лабораторных халатов и коробок с перчатками, которые останутся на соответствующих рабочих местах.
Необходимо мыть руки и менять перчатки и лабораторные халаты при перемещении между обозначенными зонами. Реагенты и оборудование не следует перемещать из грязной зоны в чистую. Если возникает крайний случай, когда реагент или часть оборудования необходимо
перемещены назад, его необходимо сначала обеззаразить 10% раствором гипохлорита натрия, а затем протереть стерильной водой.
Примечание
- 10% раствор гипохлорита натрия необходимо ежедневно готовить свежим. При использовании для обеззараживания необходимо соблюдать минимальное время контакта 10 минут.
- В качестве альтернативы можно использовать имеющиеся в продаже продукты, которые одобрены как разрушающие ДНК средства для обеззараживания поверхностей, если местные рекомендации по безопасности не позволяют использовать гипохлорит натрия или если гипохлорит натрия не подходит для обеззараживания. металлические части оборудования.
В идеале персонал должен соблюдать принцип однонаправленного рабочего процесса и не переходить из грязных зон (после ПЦР) обратно в чистые зоны (до ПЦР) в тот же день. Однако могут быть случаи, когда это неизбежно. В таких случаях персонал должен
позаботьтесь о том, чтобы тщательно вымыть руки, сменить перчатки, использовать предназначенный для этого лабораторный халат и не приносить какое-либо оборудование, которое они захотят снова вынести из комнаты, например, лабораторные книги.
Такие меры контроля должны быть подчеркнуты при обучении персонала молекулярной
методы.
После использования рабочие места должны быть очищены 10% раствором гипохлорита натрия (а затем стерильной водой для удаления остатков отбеливателя), 70% этанолом или одобренным коммерчески доступным деконтаминантом, разрушающим ДНК. В идеале должны быть установлены ультрафиолетовые (УФ) лампы. для обеззараживания облучением. Однако использование УФ-ламп должно быть ограничено закрытыми рабочими зонами, т.е. защитные шкафы, чтобы ограничить воздействие УФ-излучения на лабораторный персонал. Пожалуйста, соблюдайте инструкции производителя для УФ-излучения. уход за лампами, вентиляция и очистка, чтобы гарантировать, что лампы остаются эффективными.
Примечание
- При использовании 70% этанола вместо гипохлорита натрия для завершения дезактивации потребуется облучение УФ-светом.
- Не очищайте вортекс и центрифугу гипохлоритом натрия; вместо этого протрите 70% этанолом и подвергните воздействию ультрафиолетового света или используйте коммерческое дезинфицирующее средство, разрушающее ДНК. В случае разливов обратитесь к производителю за дальнейшими рекомендациями по очистке.
В случае разливов обратитесь к производителю за дальнейшими рекомендациями по очистке. Если это разрешено инструкциями производителя, пипетки следует регулярно стерилизовать в автоклаве. Если пипетки нельзя автоклавировать, достаточно очистить их 10% раствором гипохлорита натрия (с последующим тщательным протиранием стерильной водой) или коммерческое дезинфицирующее средство, разрушающее ДНК, с последующим воздействием УФ-излучения.
Примечание
- Очистка с помощью высокопроцентного гипохлорита натрия может привести к повреждению пластиковых и металлических пипеток, если делать это регулярно; сначала ознакомьтесь с рекомендациями производителя.
Все оборудование необходимо регулярно калибровать в соответствии с графиком, рекомендованным производителем. Назначенное лицо должно нести ответственность за соблюдение графика калибровки, ведение подробных журналов и наличие сервисных этикеток.
четко отображается на оборудовании.
Рекомендации по использованию и очистке выделенного молекулярного пространства
1. Пре-ПЦР: аликвотирование реагентов/приготовление мастер-микса
Это должно быть самое чистое из всех помещений, используемых для подготовки молекулярных экспериментов, и в идеале должно быть специально отведенным ламинарным пространством. проточный шкаф с УФ-светом.
В этой зоне нельзя работать с образцами, выделенной нуклеиновой кислотой и амплифицированными продуктами ПЦР.
Реагенты для амплификации следует хранить в морозильной камере (или холодильнике, в соответствии с рекомендациями производителя) в одном и том же специально отведенном месте, в идеале рядом с ламинарным шкафом или зоной предварительной ПЦР.
Перчатки следует менять каждый раз при входе в зону предварительной ПЦР или в ламинарный бокс.
Зону пре-ПЦР или бокс с ламинарным потоком следует очищать до и после использования следующим образом: пипетки, контейнеры для наконечников, вортексы, центрифуги, штативы для пробирок, ручки и т.
д. с 70% этанолом или коммерческим деконтаминантом, разрушающим ДНК,
и дайте высохнуть. В случае закрытой рабочей зоны, т.е. в ламинарном боксе, подвергайте колпак воздействию УФ-излучения на 30 минут.
Примечание
- Не подвергайте реагенты воздействию УФ-излучения; перемещайте их в шкаф только после его очистки.
- При проведении ПЦР с обратной транскрипцией также может быть полезно протереть поверхности и оборудование раствором, разрушающим РНКазы при контакте. Это может помочь избежать ложноотрицательных результатов ферментативной деградации РНК.
- После обеззараживания и перед приготовлением мастермикса необходимо еще раз сменить перчатки, после чего шкаф готов к использованию.
2. Пре-ПЦР: Экстракция нуклеиновой кислоты/добавление матрицы
Нуклеиновую кислоту необходимо экстрагировать и обрабатывать во втором специально отведенном месте с использованием отдельного набора пипеток, наконечников с фильтром, штативов для пробирок, свежих перчаток, лаборатории пальто и другое снаряжение.
Эта область также предназначена для добавления шаблонов, элементов управления и линий тренда в пробирки или планшеты с мастермиксом. Во избежание загрязнения анализируемых образцов выделенных нуклеиновых кислот рекомендуется менять перчатки перед работой с положительными образцами. контроля или стандартов и использовать отдельный набор пипеток.
ПЦР-реагенты и продукты амплификации нельзя пипетировать в этой зоне.
Образцы следует хранить в специально отведенных холодильниках или морозильных камерах в том же помещении.
Рабочее пространство с образцами следует очищать так же, как и пространство с мастермиксом.
3. Пост-ПЦР: амплификация и обращение с амплифицированным продуктом
Это специально отведенное место предназначено для процессов пост-амплификации и должно быть физически отделено от зон до ПЦР. Обычно он содержит термоциклеры и платформы реального времени, а в идеале должен иметь ламинарный бокс для добавления продукта ПЦР первого раунда.
к реакции 2 раунда, если проводится вложенная ПЦР.
Реагенты для ПЦР и выделенные нуклеиновые кислоты нельзя обрабатывать в этой зоне, так как высок риск заражения.
В этой зоне должен быть отдельный комплект перчаток, лабораторных халатов, штативов для планшетов и пробирок, пипеток, наконечников с фильтром, контейнеров и другого оборудования.
Пробирки необходимо центрифугировать перед открытием.
Рабочее пространство с образцами следует очищать так же, как и пространство с мастермиксом.
4. Пост-ПЦР: анализ продукта
Это помещение предназначено для оборудования для обнаружения продукта, например резервуары для гель-электрофореза, блоки питания, УФ-трансиллюминатор и система документирования геля.
В этой зоне должны быть отдельные комплекты перчаток, лабораторных халатов, штативов для планшетов и пробирок, пипеток, наконечников с фильтром, контейнеров и другого оборудования.
Никакие другие реагенты не могут быть внесены в эту зону, за исключением загружаемого красителя, молекулярного маркера и агарозного геля, а также компонентов буфера.
Рабочее пространство с образцами следует очищать так же, как и пространство с мастермиксом.
Важное примечание
- В идеале не следует входить в кабинеты до ПЦР в тот же день, если в кабинетах после ПЦР уже выполнялась работа.
- Если это совершенно неизбежно, убедитесь, что руки тщательно вымыты, а в комнатах надеты специальные лабораторные халаты.
- Лабораторные журналы и документы нельзя брать в комнаты до ПЦР, если они использовались в комнатах после ПЦР; при необходимости сделайте дубликаты распечаток протоколов/идентификаторов образцов и т. д.
Общие рекомендации по молекулярной биологии
Используйте неопудренные перчатки, чтобы избежать ингибирования анализа.
Правильная техника пипетирования имеет первостепенное значение для уменьшения контаминации. Неправильное пипетирование может привести к разбрызгиванию жидкости при дозировании и образованию аэрозолей.
Рекомендации по правильному пипетированию можно найти по следующим ссылкам:
- Руководство Gilson по пипетированию
- Видеоролики по пипетированию Anachem
Отцентрифугируйте пробирки перед открытием и открывайте их осторожно, чтобы избежать разбрызгивания.
Закрывайте пробирки сразу после использования во избежание попадания загрязняющих веществ.
При проведении нескольких реакций подготовьте одну мастер-микс, содержащую общие реагенты (например, воду, dNTP, буфер, праймеры и фермент), чтобы свести к минимуму количество переносов реагентов и уменьшить угрозу загрязнения. Рекомендуется настроить мастермикс на льду или в холодном блоке.
Использование фермента горячего старта может помочь уменьшить производство неспецифических продуктов.
Защищайте реагенты, содержащие флуоресцентные зонды, от света во избежание деградации.
Внутренние контроли
Включают хорошо охарактеризованные, подтвержденные положительные и отрицательные контроли, а также контроль без использования матрицы во всех реакциях и многоточечную линию тренда для количественных реакций.
Положительный контроль не должен быть настолько сильным, чтобы создавать риск контаминации.
Включайте положительные и отрицательные контроли выделения при проведении выделения нуклеиновых кислот.
Рекомендуется разместить четкие инструкции в каждой из областей, чтобы пользователи были осведомлены о правилах поведения. Диагностические лаборатории, выявляющие очень низкие уровни ДНК или РНК в клинических образцах, могут захотеть принять дополнительную меру безопасности, заключающуюся в наличии отдельные системы кондиционирования воздуха с небольшим избыточным давлением воздуха в помещениях до ПЦР и с небольшим отрицательным давлением воздуха в помещениях после ПЦР.
Наконец, полезно разработать план обеспечения качества (QA). Такой план должен включать списки основных и рабочих запасов реагентов, правила хранения наборов и реактивов, отчет о результатах контроля, программы обучения персонала, алгоритмы устранения неполадок,
и корректирующие действия при необходимости.
Библиография
Аслан А., Кинзельман Дж., Дрелин Э., Ананьева Т., Лавандер Дж. Глава 3. Создание лаборатории количественной ПЦР. Руководство по тестированию рекреационных воды с использованием метода количественной ПЦР USEPA 1611. Университет штата Лансинг-Мичиган.
Общественное здравоохранение Англии, NHS. Стандарты Великобритании для микробиологических исследований: Надлежащая лабораторная практика при выполнении анализов молекулярной амплификации. Руководство по качеству. 2013;4(4):1–15.
Миффлин Т. Создание лаборатории ПЦР. Протокол Колд-Спринг-Харб. 2007;7.
Schroeder S 2013. Текущее обслуживание центрифуг: очистка, техническое обслуживание и дезинфекция центрифуг, роторов и адаптеров (Белая книга № 14). Гамбург: Эппендорф; 2013.
Виана Р.В., Уоллис, CL. Надлежащая клиническая лабораторная практика (GCLP) для молекулярных тестов, используемых в диагностических лабораториях, В: Акьяр I, редактор. Широкий спектр
контроля качества. Риека, Хорватия: Intech; 2011: 29–52.
Обеспечение качества ПЦР – Организация лаборатории, оптимизация ПЦР и контроль
Al Soud WA, Radstrom P. 1998. Способность девяти термостабильных ДНК-полимераз опосредовать амплификацию в присутствии веществ, ингибирующих ПЦР. J Environ Microbiol 64:3748–3753.
КАС Google Scholar
Al Soud WA, Radstrom P. 2000. Влияние средств амплификации на диагностическую ПЦР в присутствии крови, фекалий и мяса. J Clin Microbiol 38:4463–4470.
ПабМед КАС Google Scholar
Al Soud WA, Radstrom P. 2001. Очистка и характеристика ПЦР-ингибирующих компонентов в клетках крови. J Clin Microbiol 39(2):485–493.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Baldrick E, Xamena N, Cabre O. 1999. Преодоление ложноотрицательных результатов из-за геномного контекста в ПЦР-амплификации.
J Biochem Biophys Methods 40:45–48.
Перекрёстная ссылка Google Scholar
Белек Л., Отье Дж., Элиэзер-Ванеро М.С., Пьедуйе С., Мохамед А.С., Герарди Р.К. 1998. Миоглобин как ингибитор ПЦР: ограничение для ПЦР из ткани скелетных мышц удалось избежать благодаря использованию полимеразы Thermus thermophilus . Мышечный нерв 21: 1064–1067.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Буффоне Г.Дж., Деммлер Г.Дж., Шимбор К.М., Грир Д. 1991. Улучшенная амплификация ДНК ЦМВ из мочи после очистки ДНК стеклянными шариками. Клин Хим 37: 1945–1949.
ПабМед КАС Google Scholar
Кобб Б.Д., Кларксон Дж.М. 1994. Простая процедура оптимизации ПЦР с использованием модифицированных методов Тагучи. Рез. нуклеиновых кислот 22:3801–3805.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Дахама А.
, Маек В., Хогг Дж. К., Хегеле Р. Г. 1996. Амплификация гена бета-актина человека с помощью ПЦР с обратной транскриптазой: последствия для оценки РНК из материала, фиксированного формалином и залитого парафином. J Histochem Cytochem 44: 1205–1207.
ПабМед КАС Google Scholar
Finke J, Fritzen R, Ternes P, Lange W, Dolken G. 1993. Улучшенная стратегия и полезный ген домашнего хозяйства для анализа РНК фиксированных формалином тканей, залитых парафином, с помощью ПЦР. Биотехнологии 14: 448–453.
ПабМед КАС Google Scholar
Foss AJ, Guille MJ, Occleston NL, Hykin PG, Hungerford JL, Lightman S. 1995. Обнаружение клеток меланомы в периферической крови с помощью ПЦР с обратной транскрипцией. Бр Дж Рак 72: 155–159.
ПабМед КАС Google Scholar
Голенберг Э.М., Бикель А., Вейхс П. 1996.
Влияние сильно фрагментированной ДНК на ПЦР. Рез. нуклеиновых кислот 24:5026–5033.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Greer CE. 1991. ПЦР-амплификация тканей, залитых парафином: влияние фиксатора и время фиксации. Ам Дж. Клин Патол 95: 117–124.
ПабМед КАС Google Scholar
Jinno Y, Yoshiura K, Niikawa N. 1990. Использование псоралена в качестве гасителя загрязненной ДНК в ПЦР. Рез. нуклеиновых кислот 18:6739.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Кан Дж., Ли М.С., Горенштейн Д.Г. 2005. Усиление ПЦР-амплификации библиотеки ДНК со случайной последовательностью с помощью ДМСО и бетаина: применение для комбинаторной селекции аптамеров in vitro. J Biochem Biophys Methods 64(2):147–151.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
КлащикС, Леман Л.
Е., Раадц А., Бук М., Хоефт А., Штубер Ф. 1999. Сравнение различных методов дезактивации реагентов для обнаружения низких концентраций бактериальной ДНК 16S методом ПЦР в реальном времени. Мол Биотехнолог 3:231-242.
Google Scholar
Kleter B, Van Doorn LJ, Ter Schegget J, Schrauwen L, Van Krimpen K, Burger M, Ter Harmsel B, Quint W. 1998. Новый анализ ПЦР с короткими фрагментами для высокочувствительного широкого спектра обнаружения аногенитальных вирусов папилломы человека . Ам Дж. Патол 153: 1731–1739.
ПабМед КАС Google Scholar
Kofler B, Klausegger A. 1999. Упрощенная установка ПЦР с использованием предварительно приготовленной замороженной смеси для обнаружения ЦМВ. Diagn Microbiol Infect Dis 34:33–35.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Купманс М., Монро С.С.
, Коффилд Л.М., Заки С.Р. 1993. Оптимизация экстракции и ПЦР-амплификации экстрактов РНК из тканей, залитых парафином, в различных фиксаторах. Дж. Вирол Методы 43:189–204.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Кунакорн М., Раксакай М., Нимхорн С., Чонгтракул П., Прачарктам Р. 2002. Преодоление ошибок внутренней ПЦР, используемой в клинической лаборатории для диагностики внелегочного туберкулеза. Общественное здравоохранение J Trop Med Юго-Восточной Азии 30: 84–90.
Google Scholar
Льюис С.М. 1995. Программы обеспечения качества в Соединенном Королевстве. Энн Ист Супер Санита 31: 53–59.
ПабМед КАС Google Scholar
Линссен Б., Кинни Р.М., Агилар П.М., Рассел К.Л., Уоттс Д.М., Кааден О., Пфеффер М. 2000. Разработка ПЦР с обратной транскрипцией, специфичных для обнаружения вирусов энцефалита лошадей.
J Clin Microbiol 38: 1527–1535.
ПабМед КАС Google Scholar
Мэтьюз Дж.Л., Чанг М., Матиас Р.Дж. 2002. Стойкое загрязнение ДНК в конкурентной ОТ-ПЦР с использованием внутренних стандартов кРНК: идентичность, количество и контроль. Биотехнологии 32: 1412–1417.
ПабМед КАС Google Scholar
Noordhoek GT, Van Embden JD, Kolk AH. 1996. Надежность амплификации нуклеиновых кислот для обнаружения Mycobacterium tuberculosis : и международное совместное исследование контроля качества среди 30 лабораторий. J Clin Microbiol 34:2522–2525.
ПабМед КАС Google Scholar
Оу С.И., Мур Дж.Л., Шохетман Г. 1991. Использование УФ-облучения для снижения ложноположительных результатов ПЦР. Биотехнологии 10: 442–446.
ПабМед КАС Google Scholar
Radonic A, Thulke S, Mackai TM.
2004. Руководство по выбору эталонного гена для количественной ПЦР в реальном времени. Biol Bioch Res Commun 313: 856–862.
Перекрёстная ссылка КАС Google Scholar
Рис В.А., Ягер Т.Д., Корте Дж., Фон Хиппель PH. 1993. Бетаин может устранять зависимость плавления ДНК от состава пар оснований. Биохимия 32: 137–144.
Перекрёстная ссылка КАС Google Scholar
Селлон РК. 2003. Обновление молекулярных методов диагностики инфекционных заболеваний. Vet Clin North Am Small Anim Pract 33: 677–693.
Перекрёстная ссылка пабмед Google Scholar
Шляхтенко Л.С., Потаман В.Н., Синден Р.Р., Любченко Ю.Л. 1998. Структура и динамика крестообразных ДНК, стабилизированных суперспиралами. Дж. Мол. Биол. 280: 61–72.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Сирко Д.
А., Эрлих Г.Д. 1994. Лаборатория ПЦР, протоколы и операции. В: Эрлих Г.Д., Гринберг С.Дж. (ред.) ПЦР-диагностика инфекционных заболеваний. Блэквелл, Бостон, Массачусетс, стр. 19–44.
Google Scholar
Сонневельд Т., Тобутт К.Р., Роббинс Т.П. 2003. Аллель-специфическая ПЦР-обнаружение самонесовместимости (S) аллелей от S1 до S16 черешни с использованием консенсусных и аллель-специфических праймеров. Theor Appl Genet 107: 1059–1070.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Соукуп Дж., Крскова Л., Хилска И., Кодет Р. 2003. Фиксация образцов лимфомы этанолом как альтернативный подход к сохранению нуклеиновых кислот. Новообразование 50:300–304.
ПабМед КАС Google Scholar
Tournier I, Bernuau D, Poliard A, Schoevaert D, Feldmann G. 1987. Обнаружение мРНК альбумина в печени крыс с помощью гибридизации in situ : полезность заливки парафином и сравнение различных процедур фиксации.
J Histochem Cytochem 35: 453–459.
ПабМед КАС Google Scholar
Tzanakaki G, Tsolia M, Vlachou V, Theodoridou M, Pangalis A, Foustoukou M, Karpathios T, Blackwell CC, Kremastinou J. 2003. Оценка некультуральной диагностики инвазивного менингококкового заболевания с помощью ПЦР. ФЭМС Иммунол Мед Микробиол 39: 31–36.
Перекрёстная ссылка пабмед КАС Google Scholar
Ван Белкум А., Шерер С., Ван Альфен Л., Вербру Х. 1998. Повторы ДНК с короткой последовательностью в геномах прокариот. Microbiol Mol Biol Rev 62: 275–293.
ПабМед КАС Google Scholar 1989. Использование антиконтаминационных праймеров в ПЦР для выявления генотипов вируса папилломы человека в соскобах и биоптатах шейки матки. J Med Virol 29: 20–27.
Перекрёстная ссылка пабмед Google Scholar
Уоллес П.